Center of Advanced Light Microscopy

Das Center for Advanced Light Microscopy (CALM) von imaging@TUM an der TUM School of Life Sciences ermöglicht Wissenschaftlern, modernste Mikroskopie und Mikrospektrometrie durchzuführen. Fluoreszenzbasierte Techniken wie Live-Imaging mit Konfokalmikroskopie, superauflösende Mikroskopie sowie zeitaufgelöste Fluoreszenz (Fluoreszenzlebensdauer-Mikroskopie, FRET-FLIM), Fluoreszenzanisotropie (FA) und Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) ermöglichen die In-vivo-Untersuchung von zellulären Prozessen mit höchster Auflösung.

Ziele und Strategie

  • Zugang zu modernen Mikroskopiemethoden
    Durch CALM wird ein unbürokratischer und preiswerter Zugang zu einer modernen Ausstattung und aktuellem Fachwissen in fortgeschrittener konfokal-Mikroskopie und Mikrospektrometrie ermöglicht.

  • Technische Weiterentwicklung
    Durch Zusammenarbeit mit Forschern und Herstellern können neue Mikroskopieanwendungen für die molekularen Lebenswissenschaften entwickelt werden.

  • Wissenschaftliche und technische Beratung
    Eingebunden in alle Phasen eines Projekts, können wir die vielversprechendsten Experimente gestalten. Wir helfen, die Erwartungen der Experimentatoren in Einklang mit den Möglichkeiten der Technik zu bringen.

  • Lehre
    Praktika und Workshops mit modernsten Mikroskopen und bildgebenden Verfahren sollen helfen, die nächste Generation junger Wissenschaftler auszubilden.

Geräte

Ausstattung und Beratung des CALM ermöglicht es Wissenschaftlern, Fluoreszenz-basierte Mikroskopietechniken anzuwenden. Dazu zählen live imaging, Konfokalmikroskopie, hochauflösende Mikroskopie sowie zeitaufgelöste Fluoreszenz (FRET, FLIM, Fluoreszenz-Anisotropie, Fluoreszenz Korrelations Spektroskopie).

Konfokale Mikroskope

Das Leica TCS SP8 mit Weißlichtlaser und Hyvolution Software Erweiterung.

 
Technische Spezifikation
Mikroskop-Stativ DM6 CS, upright, motorized
Scanner TCS confocal point scanner with AOBS and AOBM, galvo/resonance-hybrid
Objektive HCPL APO 63x/NA 1.20/WD 0.30, Water CORR CS2; HCPL APO 63x/NA 1.30/WD 0.30, Glycerol CORR CS2; HCPL APO 40x/NA 1.10/WD 0.65, Water IMM CORR CS2;  HCPL APO 20x/NA 0.75/WD 0.67, IMM CORR CS2; HCPL FLUOTAR 10x/NA 0.30/WD 11.0.
Laser

405 nm, 50 mW (diode); multi-argon (458 nm, 476 nm, 488 nm, 496 nm, 514 nm), 65 mW.
White-light laser (WLL): eight freely adjustable excitation wavelengths in 1 nm steps (470 - 670 nm)

Detektion 2x HyD GaAsP; 2x PMT
Software LAS X SP8 Control Software/Dye Finder/Live Data Mode/MicroLab; LAS X HyVolution 2

 

Ein Olympus FV3000 mit einem Upgrade zur Messung von zeitaufgelöster Fluoreszenz (FLIM).

 

Technische Spezifikation: Olympus

Mikroskop-Stativ IX83, inverse, motorized
Scanner Confocal point scanner, galvo/resonance-hybrid
Objektive UPLSAPO60XS2 60x/NA 1.3/WD 0.3, silicon oil immersion; UPLSAPO60XW 60x/NA 1.2/WD 0.28, water immersion; UPLSAPO20X 20x/NA 0.75/WD 0.6; UPLSAPO10X2 10x/NA 0.4/WD 3.1.
Laser All diode: 405 nm, 50 mW; 445 nm, 75 mW; 488 nm, 20 mW; 514 nm, 40 mW; 561 nm, 50 mW; 640 nm, 40 mW.
Detektion

Olympus four-channel TruSpectral detection system (2x GaAsP, 2x PMT)

Software

Olympus FV 3000 Imaging Software, CellSens Desktop Version 1

 

PicoQuant advanced FCS/FLIM-FRET/rapidFLIM upgrade kit

Laser driver

PDL 828 SEPIA II

Pulsed lasers (diode):

440 nm (LDH-D-C-440), 485 nm (LDH-D-C-485), 560 nm (LDH-D-TA-560)

Time-correlated single photon counting (TCSPC) and event timing

TCSPC Modul TimeHarp 260 PICO Dual
TCSPC Modul TimeHarp 260 NANO Dual

Photon counting detectors

2x PMA Hybrid 40
Software PicoQuant SymPhoTime 64

 

Ein Olympus FV1000, das "Arbeitspferd" des CALM.

Technische Spezifikation
Mikroskop-Stativ IX83, inverse, motorized
Scanner Confocal point scanner
Objektive Air: UPLAN FLN10X (10x/0.30/WD 10),  UPLAN FLN20X (20x/0.50, WD 2.1); Water:  PLANAPO 40XW LSM (40x/0.90), UPLANSAPO 60XW (60x/1.2/WD 0.28), LUMPLANFL 40XW (40x/0.80/WD 3.3),  LUMFL 60XW (60x/1.10/WD 1.5); Oil: UAPO/340 (40x/1.35/WD 0.1), UPLANSAPO 60X (60x/1.35/WD 0.15), UPLANSAPO 100XO (100x/1.40/WD 0.13).
Laser

405 nm, 488 nm, 561 nm (all diode); 633 nm (He-Ne).

Detektion 2x GaAsP, 3x PMT
Software

Olympus FluoView software

Weitere Mikroskope

Ein Olympus BX61 mit konventioneller Beleuchtung (Hellfeld, Dunkelfeld, DIC, ...) und Quecksilberdampflampe für Fluoreszenzmikroskopie. Der Lichtweg ist motorisiert (Objektive und Filterwürfel werden über die Software betätigt). Der Kreuztisch ist manuell.

Technische Spezifikation
Mikroskop-Stativ BX61 upright
Objektive Air: UPLAN FLN4X (4x/0.13/WD 17), UPLAN FLN 10X (10x/0.30/ Ph1/WD 10), UPLAN FLN 20X (20x/0.50/ Ph1/WD 2.1), UPLAN SAPO 40X (40x/0.90/WD 0.18); Oil: PLANAPO 60X (60x/1.42/WD 0.15), UPLAN FLN 100X (100x/1.30/Ph3/WD 0.2).
Detektion

Monochrome camera: Olympus DP23M; Color camera: Olympus DP28.

Filterblöcke

Bandpass emission filter: U-MWIBA3 (EGFP, EYFP, Venus...), U-MYFPHQ (EYFP, Venus...)

Longpass emission filter: U-MWU2 (BFP...), U-MWB2 (EYFP, Venus...), U-MWG2 (EtBr, Nile Red...)

DIC: U-MDICT3

Software Olympus cellSens Standard

Ein Stereo-Fluoreszenzmikroskop mit Kamera.

Technische Spezifikation
Mikroskop-Stativ SZX 12
Objektive DF PLFL 0.5X PF, DF PLAPO 1.2X PF2
Detektion Color camera: XC10
Filterblöcke  
Software Olympus cellSens Dimension

Geräte an anderen Lehrstühlen

Neben den Mikroskopen, die durch das CALM betrieben werden, gibt es weitere Mikroskope, die von anderen Lehrstühlen zur Verfügung gestellt werden können. Sie finden hier eine Liste dieser Geräte. Für weitere Details informieren Sie sich bitte bei den verantwortlichen Lehrstühlen.

Type: Confocal microscope

Location: Building 4223, Chair of Plant Systems Biology, Emil-Ramann-Str. 8

Contact: Prof. Schwechheimer

Type: Confocal microscope

Location: Building 4217, Chair of Phytopathology, Emil-Ramann-Str. 2

Contact: Prof. Hückelhoven

Type: Tile-scanning microscope

Technical details: Leica DMI8, inverse, fluorescent microscope (DAPI, Alexa488, Alexa 555, Alexa 594, Alexa 647, CFP, YFP, RFP, Cy7), scanning table, b/w camera, CoolLED illumination

Location: Building 4124, Chair of Animal Physiology and Immunology, Weihenstephaner Berg 3

Contact: Prof. Zehn.

Organisation

CALM bietet eine zentrale Datenspeichermöglichkeit auf Basis des open-source Bild-Datenbanksystems OMERO an. OMERO ist ein Produkt von "Open Microscopy Environment (OME)", einem Konsortium aus Universitäten, Forschungslabors, Industrie und Entwicklern, die Open-Source-Software und Formatstandards für Mikroskopiedaten entwickeln (www.openmicroscopy.org). Der Server des CALM wird von der Life Sciences IT (LSIT) betrieben.

Die Datenbank kann über das Web (mit eduVPN) oder die OMERO Client-Software (OMERO.insight) erreicht werden (Serveradresse: omero.wzw.tum.de). Verwenden Sie bitte zur Zeit noch OMERO.insight 5.5.19 (Windows, Mac, Linux).

Webzugang: CALM Omero Server

CALM Nutzer finden Handbücher und Technotes für die CALM Mikroskope im BayernCollab-Wiki (login mit TUM Benutzername und Password): CALM Manuals

 

Vorbemerkung / Präambel

Das Center for Advanced Light Microscopy (CALM) ist eine Einrichtung der TUM an der TUM School of Life Sciences. Sie soll den Bedarf an modernen Mikroskopiertechniken der örtlichen, Forschungsgruppen decken. Andere TUM-Arbeitsgruppen und externe Forschungsgruppen können die Einrichtung nach Absprache ebenfalls nutzen.

Nach einer Registrierung und technischer Einweisung durch das CALM, können die Nutzer verschiedene Mikroskope des CALM und der assoziierten Gruppen an der TUM School of Life Sciences nutzen.

Die Benutzungsordnung kann durch den Vorstand des CALM in Einvernehmen mit der Fachkommission geändert werden.

Mitglieder der Fachkommission
  • Prof. Dr. K. Schneitz (Koordinator der CALM Initiative)
  • Dr. Klaus Michel (Head of CALM)
  • Prof. Dr. C. Schwechheimer
  • Prof. Dr. R. Hückelhoven
  • Prof. Dr. H. Luksch
CALM Angehörige

CALM-assoziierte Mikroskope werden durch die jeweiligen Gruppen/Lehrstühle beaufsichtigt.

CALM Webseite

Weitere Informationen wie z.B. Kontaktmöglichkeiten, vorhandene Geräte und das online-Buchungssystem sind auf der Webseite des CALM zu finden: CALM.

Die CALM Webseite, Bedienungsanletungen etc. werden gelegentlich überarbeitet und verbessert. Von den Benutzern wird erwartet, sich selbstständig darüber zu informieren.


Zugang und Buchungsregeln

Während der Buchungszeit, sind die Benutzer vollständig für die Geräte verantwortlich.
Die Benutzer bekommen Einweisungen für jedes einzelne CALM Mikroskop. Sie bestätigen den Erhalt der Einweisung mit einer Unterschrift. Damit sind die Benutzer registriert und können eigenverantwortlich mit den jeweiligen Mikroskopen arbeiten.Mit der Einweisung und Registrierung erhalten die Benutzer Informationen zur Buchung und Passwörter für die Mikroskope. Die Buchung wird durch ein online-Buchungssystem organisiert: (CALM-booking).
Die Mikroskope können nur durch registrierte und Benutzer mit Einweisung betrieben werden. Benutzung und / oder Buchung durch dritte Personen ist nicht gestattet.
Ein nicht-registrierter Benutzer kann unter ständiger Aufsicht eines registrierten Benutzers an den Geräten arbeiten. Der registrierte Benutzer ist während dieser Zeit für das Gerät verantwortlich.Die Geräte können bis zu 21 Tage im Voraus gebucht werden.
Die Geräte können während der Arbeitszeiten (9:00 bis 17:00) für maximal vier Stunden pro Tag und Benutzer gebucht werden.
Längere Buchungsdauern müssen mit Mitarbeitern des CALM abgesprochen werden. Abends bzw. nachts gilt keine Beschränkung der Buchungszeiten.Am Campus existieren noch weitere Konfokale laser-scanning Mikroskope (“CALM Assoziierte“ Mikroskope). Die Buchung der CALM assoziierten Mikroskope erfordert Vereinbarungen mit den jeweiligen Lehrstühlen bzw. Forschungsgruppen.


Benutzungsgebühren

Den Nutzern wird eine stündliche Gebühr in Rechnung gestellt. Die Gebühren decken die Kosten für Wartung, Reparaturen und Upgrades für die Nutzer im Verhältnis zu ihren Nutzungsstunden.
CALM berechnet 10€ pro Stunde für Konfokalsysteme. Jährliche Gebühren übersteigen nicht 1500€ pro Lehrstuhl bzw. Professur. Gruppen der TUM außerhalb der TUM School of Life Sciences zahlen 20€ und externe Forschergruppen 30€ pro Stunde.Nicht-Stornierung oder Stornierungen weniger als 24 Stunden im Voraus werden als normale Buchungen berechnet.


Verantwortung und Versicherung

Die Nutzer sind für das Mikroskop und das Material während Buchung verantwortlich. Bei unsachgemäßer Bedienung muss er/sie oder der jeweilige Gruppenleiter für den Schaden aufkommen, da es KEINE CALM-Versicherung für die Ausrüstung gibt!Wenn kein CALM-Personal oder verantwortliches Personal (assoziierte Mikroskope) anwesend ist, muss jeder Nutzer sicherstellen, dass er im Falle eines Unfalls nicht allein ist und Hilfe rufen kann. Dies gilt insbesondere für Arbeiten außerhalb der Arbeitszeiten (17.00 - 9.00 Uhr).


Vorsichtsmaßnahmen und Regeln für den Betrieb der Mikroskope

1. Ein-/Ausschalten der Laser

  • Schalten Sie alle Laser ein, die Sie bei der Erstinbetriebnahme benötigen (aber nur diese).
  • Wenn Sie ein System ein- oder ausschalten, beachten Sie bitte die (aktualisierten) Anweisungen auf der Webseite. Beziehen Sie sich immer auf diese Anleitungen, da sie neue Informationen enthalten können.
  • Da das Aus- und Einschalten von Lasern und Lampen in kurzen Abständen deren Lebensdauer drastisch verkürzt, gilt die 2-Stunden-Regel!
  • Laser und Fluoreszenzlampen müssen eingeschaltet bleiben (STANDBY-Modus), wenn das Zeitintervall zwischen zwei Slots 2 Stunden oder weniger beträgt (Laser, die innerhalb der nächsten 2 Stunden nicht benutzt werden, sollten ausgeschaltet werden).
  • Um sicherzustellen, dass die Systeme ordnungsgemäß abgeschaltet werden, müssen Sie den aktuellen Buchungsstatus des Instruments am Ende Ihres Zeitfensters im Online-Buchungssystem überprüfen (der Benutzer nach Ihnen könnte seine Buchung in letzter Minute gelöscht haben).
  • Wenn Sie Ihre Buchung kurzfristig stornieren, d. h. während des Tages Ihrer Buchung, sollten Sie sich darüber im Klaren sein, dass das System für Sie eingeschaltet bleiben könnte. DER BENUTZER ist dafür verantwortlich, das System ordnungsgemäß auszuschalten, um zu vermeiden, dass es über längere Zeiträume eingeschaltet bleibt, ohne benutzt zu werden! SIE SIND AUCH VERANTWORTLICH für das ordnungsgemäße Ausschalten des Systems bzw. für die Übergabe an den nächsten Kollegen, wenn Sie früher aufhören!
  • Wenn ein System kurz vor der geplanten Nutzung ausgeschaltet wurde (Sie sehen das im Belegungsplan), geben Sie den Lasern und Lampen mindestens 30 Minuten Zeit, um abzukühlen, bevor Sie sie wieder einschalten.

2. Quecksilberdampflampen

Wenn Sie eine Quecksilberdampflampe einschalten, muss sie mindestens 30min angeschaltet bleiben.
Wenn nicht anders angegeben (z.B. Olympus FV3000), muss die Lampe mindestens 30min ausgeschaltet sein, bevor sie wieder angeschaltet werden darf. Nach erreichen der maximalen Betriebsdauer schalten sie die Lampe nicht ein, da das Leuchtmittel gewechselt werden muss.

Ausgeschaltete Quecksilberlampen bleiben noch einige Zeit sehr heiß. Vermeiden sie einen Kontakt zwischen der Mikroskophülle und dem Lampengehäuse.

3. Objektive

Bitte behandeln Sie die Objektive mit der größten Sorgfalt (sie bestimmen maßgeblich die Bildqualität und den Preis der Mikroskope). Der Objektivtyp (Luft, Wasser, Öl, Silikonöl, Immersions- oder „dipping-“ Objektiv, Vergrößerung) .ist auf dem Objektivgehäuse und in der Software ersichtlich. Vor Bewegungen des xy-Tisches zum Zentrieren oder Kalibrieren sowie beim Ein- und Ausschalten des Mikroskops, müssen Objektivrevolver und Tisch immer maximal auseinandergefahren werden.

Zum Abschluss schwenken sie immer das Objektiv mit der niedrigsten Vergrößerung (meist 10x) ein. Benutzen Sie diese Stellung auch wenn sie den Objektträger tauschen. Achten Sie besonders darauf, die Objektive nicht zu berühren.

Fokussieren Sie vorsichtig und vermeiden Sie direkten Kontakt zwischen Objektträger / Deckglas und Objektiv (prüfen Sie ob sich das Objektiv noch in einer sicheren Position befindet).

Öl-Objektive müssen mit dem bereitgestellten Reinigungspapier gereinigt werden. Reiben Sie nicht zuviel und nicht mit „Kimwipes“. Bei Invers-Mikroskopen reinigen Sie auch das Objektivgehäuse um ein Herablaufen des Immersionsöls zu verhindern.

Benutzen Sie nur das von CALM bereitgestellte Immersionsöl. Reinigen Sie Deckgläser bevor Sie damit an ein Mikroskop mit anderem Öl gehen. Eine Mischung von Ölen verschiedener Hersteller oder mit Wasser oder Medium kann Objektive beschädigen (überprüfen Sie selbstgebaute Kammern für live cell imaging auf Beschädigungen!).

Luft / Wasserobjektive dürfen nicht in Kontakt mit Öl kommen! In einem solchen Fall informieren Sie bitte einen CALM Mitarbeiter.

Es können zusätzliche Objektive vorhanden sein (siehe auch VIII CALM Mikroskope).

4. HANDHABUNG DER GERÄTE

  • Die verschiedenen Mikroskope befinden sich alle in S1-Einrichtungen. Daher gelten die entsprechenden Gesetze und Vorschriften, und es darf in diesen Räumen nur mit S1-Material gearbeitet werden. Die Benutzer müssen eine Genehmigung für die Arbeit unter S1-Bedingungen einholen und sich an die bekannten S1-Bestimmungen halten (wie in der jährlichen S1-Einweisung bekannt gegeben). Benutzer, die diese Anweisungen nicht befolgen, werden von der Benutzung des Mikroskops ausgeschlossen.
  • Bitte halten Sie die CALM-Räume sauber, reinigen Sie verschüttete Flüssigkeiten mit Ethanol und entfernen Sie persönliches Material, bevor Sie die Räume verlassen.
  • Der Zugang zu den CALM-Einrichtungen erfolgt über Zahlenschlösser an den Türen. Die Nutzer erhalten den Code bei der Einweisung.
  • Bitte schließen Sie die Türen ab, wenn Sie die Einrichtung als Letzter verlassen.
  • Sollten die Anlagen in einem defekten Zustand angetroffen werden, informieren Sie bitte sofort das Personal, BEVOR Sie die Anlage benutzen.
  • Es ist strengstens untersagt, CALM-Material (Objektive, Immersionsöl usw.) aus einem Mikroskopraum zu entfernen oder Material zwischen Räumen zu bewegen. Benutzer, die diese Anweisungen nicht befolgen, können von der Benutzung des Mikroskops ausgeschlossen werden.

5. LOGBOOK

Jedes Mikroskop ist mit einem Logbuch ausgestattet. Der Benutzer ist verpflichtet, sich einzutragen und Datum und Uhrzeit (Beginn und Ende der Sitzung) sowie die Verwendung des Lasers und/oder der Quecksilberlampe und die verwendeten Objektive festzuhalten.

Der Benutzer muss bestätigen, dass er die Objektive am Ende der Sitzung gereinigt hat. Benutzern, die sich nicht an diese Vorschriften halten, wird der weitere Zugang zum Mikroskop verweigert.

6. Datenspeicherung und Veröffentlichung

Nach der Bildaufnahme müssen die Daten auf den von der Life Sciences IT (LSIT) betriebenen Netzspeicher der Arbeitsgruppe des Nutzers hochgeladen werden. Die LSIT stellt einen Zwischenspeicher zur Verfügung, von dem die Daten auf den eigenen Rechner übertragen werden können („Forecourt“). Alternativ besteht die Möglichkeit, eine OMERO-Datenbank auf dem CALM-Server im LSIT zu nutzen. Die Verwendung von USB-Sticks zur Datenübertragung ist, sofern nicht anders von CALM angewiesen, untersagt! Die CALM-Einrichtung kann keine Haftung für die auf dem CALM-Computer gespeicherten Daten übernehmen. Die auf einem CALM-Computer gespeicherten Daten können ohne Vorwarnung gelöscht werden.

Bilder und Daten, die mit CALM-Mikroskopen erzeugt wurden, können Teil von Publikationen, Doktorarbeiten oder anderen Arten von Veröffentlichungen werden. In diesem Fall muss die Nutzung der CALM-Einrichtung in der entsprechenden Veröffentlichung erwähnt werden, und es muss ein kurzer Vermerk an den Leiter des CALM geschickt werden.

7. Warnungen und Informationen

Wir kontrollieren den ordnungsgemäßen Umgang mit den Instrumenten und protokollieren Verstöße gegen die Richtlinien (Sie werden informiert, wenn Sie einen Eintrag erhalten).

Bitte beachten Sie die folgenden Bedingungen:

  • Wenn ein Nutzer kurzfristig auf die Nutzung seiner Buchung für ein Mikroskop verzichtet und ein anderer Nutzer einspringt, muss der zweite Nutzer dies in der Buchungsliste angeben. Fehlt die Buchung auf seinen Namen, erhält er eine erste Verwarnung. Beim zweiten Vorfall kann die weitere Nutzung der CALM-Einrichtung untersagt werden.
  • Ein Nutzer erhält einen Eintrag, wenn er das System nicht ordnungsgemäß herunterfährt - entweder weil er vergessen hat, das System nach seiner Buchung auszuschalten oder bei spontaner Absage seines Zeitfensters, ohne zu kontrollieren, ob der vorherige Nutzer das System heruntergefahren hat. In jedem Fall wird der Zeitraum als gebuchte Zeit gewertet.
  • Informationen über Änderungen an den CALM-Systemen (Aktualisierungen, neue Geräte, aktueller Status der Systeme, bevorstehende Veranstaltungen) werden auf der CALM-Webseite veröffentlicht. Sie können auch am Mikroskop selbst veröffentlicht werden. Die Nutzer sind selbst dafür verantwortlich, sich über alle Änderungen an den Mikroskopen und Vorschriften zu informieren.

Eingewiesene Nutzer des CALM können die Geräte über den folgenden link reservieren:

CALM-Buchung.

Lehre & Medien

Das CALM bietet folgende Lehrveranstaltungen an:

  • Konfokale Laser Scanning Mikroskopie - Theorie und Funktion (WZ0004)
  • Fluoreszenz Lifetime Imaging - Theorie und Funktion (WZ0005)

Beide Veranstaltungen werden als Blockveranstaltungen angeboten. In einem theoretischen Teil werden die Grundlagen vermittelt, darauf folgt ein praktischer Teil in dem die Studierenden an den Mikroskopen des CALM arbeiten können. Nähere Informationen sind in TUMonline zu finden.

2023

Graf, Alina u. a. (2024). „D6PK Plasma Membrane Polarity Requires a Repeated CXX(X)P Motif and PDK1-Dependent Phosphorylation“. Nature Plants.

Chen, Xia u. a. (2023). „Arabidopsis MCTP family member QUIRKY regulates the formation of the STRUBBELIG receptor kinase complex“. Plant Physiology 193(4): 2538–54.

Engelhardt, Stefan u. a. (2023). „Barley RIC157, a Potential RACB Scaffold Protein, Is Involved in Susceptibility to Powdery Mildew“. Plant Molecular Biology 111(4): 329–44.

Ortner, Martin u. a. (2023). „Permissive Conformations of a Transmembrane Helix Allow Intramembrane Proteolysis by γ-Secretase“. Journal of Molecular Biology 435(18): 168218.

Wiese, Christian u. a. (2023). „Regulation of Adaptive Growth Decisions via Phosphorylation of the TRAPPII Complex in Arabidopsis“. : 2023.04.24.537966. https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2023.04.24.537966v3 (8. Januar 2024).

Winogrodzki, Thomas u. a. (2023). „TNFΔARE Pigs: A Translational Crohn’s Disease Model“. Journal of Crohn’s and Colitis 17(7): 1128–38.

2022

Kalbfuß, Nils u. a. (2022). „A Role for Brassinosteroid Signalling in Decision-Making Processes in the Arabidopsis Seedling“. PLoS genetics 18(12): e1010541.

Yang, Saiqi u. a. (2022). „A Novel Chemical Inhibitor of Polar Auxin Transport Promotes Shoot Regeneration by Local Enhancement of HD-ZIP III Transcription“. New Phytologist 235(3): 1111–28.

Chaudhary A, Schneitz K. (2022) "Using Steady-State Fluorescence Anisotropy to Study Protein Clustering." Methods Mol Biol. doi: 10.1007/978-1-0716-2132-5_16

Cerrone, L., Vijayan, A., Schneitz, K. and Hamprecht, F.A. (2022) “CellTypeGraph: A new geometric computer vision benchmark.” Proceedings of the IEEE/CVF Conference on Computer Vision and Pattern Recognition.

Vijayan, A., Strauss, S., Tofanelli, R., Mody, T.A., Lee, K., Tsiantis, M., Smith, R.S. and Schneitz, K. (2022) "The annotation and analysis of complex 3D plant organs using 3DCoordX.” Plant Physiology doi: 10.1093/plphys/kiac145.

Abstract online

Strauss, S., Runions, A., Lane, B., Eschweiler, D., Bajpai, N., Trozzi, N., Routier-Kierzkowska, A. L., Yoshida, S., Rodrigues da Silveira, S., Vijayan, A., Tofanelli, R., Majda, M., Echevin, E., Le Gloanec, C., Bertrand-Rakusova, H., Adibi, M., Schneitz, K., Bassel, G. W., Kierzkowski, D., Stegmaier, J., … Smith, R. S. (2022) "Using positional information to provide context for biological image analysis with MorphoGraphX 2.0." eLife, 11, e72601. doi.org/10.7554/eLife.72601

2021

Chaudhary, A., Chen, X., Leśniewska, B., Boikine, R., Gao, J., Wolf, S. and Schneitz, K. (2021). “Cell wall damage attenuates root hair patterning and tissue morphogenesis mediated by the receptor kinase STRUBBELIG.” Development 148:dev199425.

Abstract online

Vijayan, A., Tofanelli, R., Strauss, S., Cerrone, L., Wolny, A., Strohmeier, J., Kreshuk, A., Hamprecht, F., Smith, S.R. and Schneitz, K. (2021). “A digital 3D reference atlas reveals cellular growth patterns shaping the Arabidopsis ovule.” eLife 10:e63262.

Abstract online

 

2020

Cabrera, B., Hirl, R.T., Zhu, J., Schäufele, R. and Schnyder, H. (2020). “Atmospheric CO2 and VPD alter the diel oscillation of leaf elongation in perennial ryegrass: compensation of hydraulic limitation by stored-growth” New Phytol 227:1776-1789.

Abstract online

Chaudhary, A., Chen, X., Gao, J., Lesniewska, B., Hammerl, R., Dawid, C. and Schneitz, K (2020). The Arabidopsis receptor kinase STRUBBELIG regulates the response to cellulose deficiency. PLoS Genetics 16:e1008433.

Abstract online

Engelhardt, S., Kopischke, M., Hofer, J., Probst, K., McCollum, C. and Hückelhoven R. (2020). “Barley RIC157 is involved in RACB-mediated susceptibility to powdery mildew.” bioRxiv doi: 10.1101/848226.

Abstract online

Garcia, V.J., Xu, S-L., Ravikumar, R., Wang, W., Elliott, L., Fesenko, M., Altmann, M., Falter-Braun, P., Moore, I., Burlingame, A., Assaad, F.F., Wang, Z.Y. 2020. TRIPP is a plant-specific component of the Arabidopsis TRAPPII membrane trafficking complex with important roles in plant development. Plant Cell 32:2424.

Abstract online

Hoefle, C., McCollum, C., Hückelhoven, R. (2020). Barley ROP-Interactive Partner-a organizes into RAC1- and MICROTUBULE-ASSOCIATED ROP-GTPASE ACTIVATING PROTEIN 1-dependent membrane domains. BMC Plant Biol 20:94.

Abstract online

McCollum, C., Engelhardt, S., Weiss, L., Hückelhoven, R. (2020). ROP INTERACTIVE PARTNER b interacts with RACB and supports fungal penetration into barley epidermal cells. Plant Phys 184:823-836.

Abstract online

Mergner, J., Frejno, M., List, M., Papacek, M., Chen, X., Chaudhary, A., Samaras, P., Richter, S., Shikata, H., Messerer, M., Lang, D., Altmann, S., Cyprys, P., Zolg, D. P., Mathieson, T., Bantscheff, M., Hazarika, R. R., Schmidt, T., Dawid, C., Dunkel, A., Hofmann, T., Sprunck, S., Falter-Braun, P., Johannes, F., Mayer, K. F. X., Jürgens, G., Wilhelm, M., Baumbach, J., Grill, E., Schneitz, K., Schwechheimer, C., and Küster, B. (2020). "Mass-spectrometry-based draft of the Arabidopsis proteome". Nature 579:409-414.

Abstract online

Poretska, O., Yang, S., Pitorre, D., Poppenberger, B., Sieberer, T. (2020). AMP1 and CYP78A5/7 act through a common pathway to govern cell fate maintenance in Arabidopsis thaliana. PLoS Genet 16: e1009043.

Abstract online

Weiss, L., Reiner, T., Mergner, J., Küster, B., Feher, A., Hensel, G., Gahrtz, M., Kumlehn, J., Engelhardt, S., Hückelhoven, R. (2020). Posttranslational modification of the RHO of plants protein RACB by phosphorylation and cross-kingdom conserved ubiquitination. bioRxiv 121228.

Abstract online

Wolny, A., Cerrone, L., Vijayan, A., Tofanelli, R., Vilches Barro, A., Louveaux, M., Wenzl, C., Strauss, S., Wilson-Sánchez, D., Lymbouridou, R., Steigleder, S., Pape, C., Bailoni, A., Duran-Nebreda, S., Bassel, G., Lohmann, J., Tsiantis, M., Hamprecht, F.A., Schneitz, K., Maizel, A. and Kreshuk, A. (2020). “Accurate and versatile 3D segmentation of plant tissues at cellular resolution.” eLife 9:e57613.

Abstract online

 

2019

Engelhardt, S., Kopischke, M., Hofer, J,. Probst, K., McCollum, C., Hückelhoven, R. (2019). Barley RIC157 is involved in RACB-mediated susceptibility to powdery mildew. bioRxiv 848226.

Abstract online

Tofanelli, R., Vijayan, A., Scholz, S. and Schneitz, K. (2019). Protocol for rapid clearing and staining of fixed Arabidopsis ovules for improved imaging by confocal laser scanning microscopy. Plant Methods, 15:120.

Abstract online

Kalde, M., Elliott, L., Ravikumar, R., Rybak, K., Altmann, M., Klaeger, S., Wiese, C., Abele, M., Al, B., Kalbfuß, N., Qi, X., Steiner, A., Meng, C., Zheng, H., Kuster, B., Falter-Braun, P., Ludwig, C., Moore, I., and Assaad, F.F. (2019). Interactions between Transport Protein Particle (TRAPP) complexes and Rab GTPases in Arabidopsis. Plant J 100:279-297.

Abstract online

Mucha, S., Heinzlmeir, S., Kriechbaumer, V., Strickland, B., Kirchhelle, C., Choudhary, M., Kowalski, N., Eichmann, R., Hückelhoven, R., Grill, E., Küster, B., and Glawischnig, E. (2019). The formation of a camalexin biosynthetic metabolon.Plant Cell 31:2697-2710.

Abstract online

Ruschhaupt, M., Mergner, J., Mucha, S., Papacek, M., Doch, I., Tischer, S., Hemmler, D., Chiasson, D., Edel, K.H., Kudla, J., Schmitt-Koplin, P., Kuster, B, and Grill, E (2019). Rebuilding core abscisic acid signaling pathways of Arabidopsis in yeast. EMBO J 38:e101859.

Abstract online

Gao, J., Chaudhary, A., Vaddepalli, P., Nagel, M-K., Isono, E. and Schneitz, K. (2019). Tissue morphogenesis mediated by the Arabidopsis receptor kinase STRUBBELIG involves a clathrin-dependent process.J Exp Bot 70:3881-3894.

Abstract online

Scholz, S., Pleßmann, J., Enugutti, B., Hüttl, R., Wassmer, K. and Schneitz, K. (2019). The AGC protein kinase UNICORN controls planar growth by attenuating PDK1 in Arabidopsis thaliana. PLoS Genetics 15:e1007927

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Ansprechpersonen

Dr. Klaus Michel
Leitung CALM
Tel. +49 8161 71 5643
klaus.michel@tum.de

 

 

Susanna Fink
Assistentin
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Die Fachkommission ist für die Leitlinien des CALM zuständig. Die Mitglieder legen Ziele fest, arbeiten an der Lösung von Problemen und entscheiden über neue Ausstattung.

Lageplan

CALM befindet sich im:
Biologikum Weihenstephan
Entwicklungsbiologie der Pflanzen
Emil-Ramann-Str. 4
85354 Freising


Räume:
Mikroskope: 122/125
Laboratorium: 115A

CALM wird durch die Technische Universität München, den Freistaat Bayern und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.